动物学实验pdf

㈠ 动物对实验处理的反应公示及含义

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第八章动物实验质量控制 - 网络文库
2021年10月23日



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2019年1月24日 判断题动物对实验处理的反应公式R=(A+B+C)×D+E中B表示品种及品系特有的反应

㈡ 实验动物学的论文哪儿有下载

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㈢ 医学实验动物学的目录

第一篇实验动物科学在医学研究中的延伸
第一章生物“天平”——在动物体内进行医学探索
第一节实验动物科学的发展历程
第二节实验动物对生命科学研究的贡献
第三节实验动物的应用范围
第四节学术刊物对实验动物和动物实验的要求
第二章基因组学为比较医学研究开辟新的时代
第一节人类基因组计划
第二节小鼠和其他动物的基因组计划
第三节比较基因组学
第四节基因组学时代的实验动物科学和比较医学
第三章解剖结构异同为比较医学研究提供可能
第一节实验动物体表各部分名称以及主要脏器的位置和名称
第二节骨骼
第三节肌肉
第四节呼吸系统
第五节心血管系统
第六节消化系统
第七节泌尿系统
第八节生殖系统
第九节神经系统
第十节内分泌系统
第四章动物多样性为医学提供广泛的研究资源
第一节总论
第二节小鼠
第三节大鼠
第四节豚鼠
第五节地鼠
第六节长爪沙鼠
第七节兔
第八节犬
第九节猫
第十节小型猪
第十一节非人灵长类
第十二节鸟类
第十三节鱼类、两栖类
第四节无脊椎动物
第二篇善待动物——为医学科学研究提供更精准的结果
第一章动物实验的社会问题和科学问题
第一节动物实验带来的伦理问题和实验动物福利问题
第二节动物实验的科学问题
第二章医学研究中使用动物的伦理原则
第一节医学研究中使用动物的伦理原则
第二节实验动物福利立法
笫三节动物管理和使用委员会
第四节国内外动物实验申请、审批程序和AAALAC规范的程序
第三章医学研究对实验动物的要求
第一节实验动物遗传学及遗传质量控制
第二节实验动物微生物和寄生虫的质量控制
第四章实验动物对实验者提出的要求
第一节小鼠的要求
第二节大鼠的要求
第三节豚鼠的要求
第四节兔的要求
第五节犬的要求
第六节猪的要求
第七节鸡的要求
第八节实验动物运输的要求
第五章实验动物饲养的一般原则
第一节实验动物的营养需求
第二节实验动物对环境的要求
第三节实验动物使用者的基本素质要求
第六章磨稿实验动物常见疾病及对动物实验研究的干扰作用
第一节实验动物病毒感染性疾病及对实验研究的干扰
第二节实验动物细菌感染性疾病及对实验研究的干扰
第三节实验动物寄生虫感染性疾病及对实验研究的干扰
第七章实验动物与动物实验的安全管理
第一节常见安全问题预见
第二节管理措施
第三节生物安全
第四节基因工程中的生物安全
第五节灾害等危机管理
第三篇重要的人类疾病模型与比较医学用途
第一章模式动物、模型动物、疾病模型总论
第一节模式动物、模型动物、疾病模型的概念
第二节无菌动物、悉生动物和无抗原动物在比较医学研究中的应用
第三节模困游则型鉴定基本流程
第二章常见感染模型
第一节肝炎
第二节艾滋病
第三节禽流感
第三章外科模型
第一节显微外科手术模型
第二节常规手术模型
第四章常见诱导和移植模型
第一节实验性糖尿病动物模型
第二节神经退行性变疾病模型
第三节诱发性自身免疫性疾病动物模型
第四节高血压、肥胖症和动脉硬化模型
第五节肿瘤模型
第五章基因工程动物模型
第一节基因工程技术和实验动物
第二节基因工程动物模型
第三节基因工程小鼠模型的局限性
第四篇动物实验常用实验技术
第一章常用实验方法及检查方法
第一节实验动物的抓取与固定
第二节给药方法
第三节血液采集方法
第四节尿液、粪便及其他体液采集方法
第五节血常规和血液生化学分析
第六节血液细胞和骨髓象形态学检查
第七节生理指标采集技术
第八节动物的标记
第九节动物芯片
第二章病理技术
第一节一般病理观察
第二节解剖流程
第三节组织取材
第三章麻醉、镇痛和安乐死方法
第一节麻醉和镇痛
第二节安乐死方法
第四章实验动物外科技术
第一节外科无菌技术
第二节手术基本操作
第三节实验动物头颈部常用外科手术
第四节实验动物胸部常用外科手术
第五节实验动物腹部常用外科手术
第六节呼吸机的使用
第七节生理监测系统
第五章影像学技术在比较医学中的应用
第一节活体动物体内光学成像
第二节核素成像
第三节核磁成像
第四节小动物超声成像
第五节X线成像
第六章实验动物行为学研究技术
第一节实验动物行为学的基本概念和汪棚行为谱
第二节实验动物行为学的主要研究内容
第三节实验动物行为学常用的研究方法和结果处理
第七章动物实验的设计
第一节动物实验的基本要求
第二节动物实验设计的方法和步骤
第三节动物实验中的偏倚及其控制
第四节动物实验记录的规范要求
第五节论文写作中常出现的有关动物实验问题
附录
附录一数据库及生物信息检索
附录二实验动物常用数据
附录三重要实验动物供应机构信息
中英文名词对照索引
……

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㈤ 动物学实验的实验动物常见的处理方法

一、编号
实验动物常需要标记以示区别。编号的橡野顷方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
(一)挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验梁陆分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。
(二)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该脊前法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。
(四)化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有
涂染红色：0.5%中性红或品红溶液
涂染黄色：3-5%苦味酸溶液
涂染黑色：煤焦油的酒精溶液
根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。
(六)打孔或剪缺口法：可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至1～ 9999号，此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
二、分组
(一)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。
每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。
(二)建立对照组：分组时应建立对照组。1.自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2.平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。3.具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为A组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完全随机分组。 一、实验动物的除毛
在动物实验中，被毛有时会影响实验操作与观察，因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脱毛等。
(一)剪毛法：剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。
(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。
(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。
(四)脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，2～3分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。
适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水中。
适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1. 硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；2. 硫化钠8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化钠8g溶于100ml水中。
二、实验动物的给药
在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一)注射给药法
1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。
6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。
(二)经口给药法
1. 口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便，缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。
2. 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。
(三)其它途径给药方法
1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。
2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。
3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。
4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。
5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。
6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。

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